Coronavirus SARS-CoV-2 : Quelques précisions sur le diagnostic par RT-PCR

Lettre d'information n°10 - Avril 2020

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1 - Les coronavirus humains

- Les Coronavirus forment un groupe de virus à ARN enveloppés, qui entraînent plusieurs types d’infections pouvant affecter le système respiratoire, le tractus gastro-intestinal et le système nerveux1–3.

- 7 coronavirus humains ont été décrits jusqu’à présent 1–3.

Coronavirus Année Réservoir potentiel Hôte intermédiaire Pathologie N cas identifiés Mortalité
HCoV (4 types) Infections péri-annuelles ou hivernales 20% des infections respiratoires mineures
SARS-CoV 2002 Chauve-souris Raton laveur, civette SRAS 8000 10%
MERS-CoV 2012 Chauve-souris Chameau MERS 2494 35%
SARS-CoV-2 2019 Chauve-souris Pangolin ? COVID-19 Pandémie actuelle ~2-3% ?

2 - COVID-19: Quelques données épidémiologiques

- Durée d’incubation : médiane 5-6 j (extrêmes 1-14 j).

- Transmission : interhumaine, par gouttelettes ou contact rapproché ; charge virale importante dans les sécrétions respiratoires supérieures au début de symptômes cliniques.

- Contagiosité : R0 2.76 – 3.25 (une personne peut contaminer 2 – 3 autres personnes)4,5. Elle est proportionnelle au nombre de contact inter-humains.

 

3 - Diagnostic de laboratoire

a. Anomalies fréquentes du bilan biologique standard au cours de COVID-19

      1. Leucopénie, lymphopénie
      2. ↗ ASAT, ALAT, CPK, LDH
      3. ↗ CRP (procalcitonine normale)
      4. ↗ D-dimères4

 

b. Diagnostic de l’infection à SARS-CoV-2 par RT-PCR

- La reverse transcription-PCR ciblant deux gènes du SRAS-CoV-2 (parmi ORF, RdRP, N ou E) permet un diagnostic spécifique de SARS-CoV-26.

- La sensibilité de ce test varie selon le type de prélèvement et le stade de l’infection.

- Sensibilité de la RT-PCR selon le type de prélèvement

 

- L’écouvillonnage naso-pharyngé est une des méthodes les plus répandues dans le diagnostic ambulatoire des virus respiratoires, dont coronavirus humains, compte tenu de la facilité de sa réalisation.

- Cependant, dans plusieurs études sur des populations de cas confirmés ou suspects de COVID-19, l’écouvillonnage naso-pharyngé présentait une sensibilité de 53 – 73%7–9.

Type de prélèvement N de prélèvements % positifs Référence
Ecouvillons oro-pharyngés 398 32% 7
1014 59% 10
205 36.8 - 60% 9
Ecouvillons naso-pharyngés 8 63% 7
1690 61% 11
490 53.6 - 73.3% 9
Crachats 14 79% 11
104 72% 7
142 74.4% - 88.9% 9
Lavages broncho-alvéolaires 5 100% 11
15 93% 9
26 78.6% - 100% 9
Selles 23 14 - 38 % 12
8 50% 13
9 22% 14
Sang 23 15 - 30% 12
12 8% 13
9 22% 14
Urines 23 0% 12
10 0% 13
9 11% 14

- Sensibilité de la RT-PCR selon le stade de l’infection

- La charge virale évolue au cours de l’infection.

- Elle est élevée lors du début de symptômes cliniques, ce qui explique la facilité de transmission, quand les symptômes sont encore modérés. De plus, des charges virales similaires sont détectées chez des patients symptomatiques et asymptomatiques12.

- La détection de l’ARN viral a été observée de 1-2 jours avant le début de symptômes cliniques, jusqu’à 37 jours après le début de symptômes dans les prélèvements respiratoires supérieurs 5,9,12. L’isolement du virus en culture cellulaire a été possible jusqu’au 8ème jour. Au-delà, malgré des charges d’ARN viral élevées en PCR, la culture virale est restée négative. Cela suggère qu’après le 8ème jour des symptômes, la contagiosité diminue fortement 15.

- La RT-PCR ne permet pas de distinguer les virus infectants et non-infectants (inactivés ou neutralisés par les anticorps) 16.

- La sensibilité de détection du virus dans les sécrétions naso-pharyngées par RT-PCR diminue au cours du temps :
- J0 – J7 depuis le début de symptômes : 72-73%
- J8 – J14 : 53-72%
- ≥15J : 50 – 54%

Un résultat négatif de la PCR ne suffit donc pas pour écarter le diagnostic

c. La sérologie peut constituer une stratégie alternative de diagnostic d’un contact avec SARS-CoV-2 et de suivi épidémiologique. En effet, les anticorps IgM et IgG ont été détectés 5 jours après le début de symptômes chez 39 patients souffrant de COVID-1917.

Notre laboratoire est en train de mettre en place la sérologie SARS-CoV-2.
Vous serez prévenus de sa mise en service et une newsletter portant sur la sérologie COVID-19
vous sera adressée prochainement.

Références :
1. Raoult, D., Zumla, A., Locatelli, F., Ippolito, G. & Kroemer, G. Coronavirus infections: Epidemiological, clinical and immunological features and hypotheses. Cell Stress (2020) doi:10.15698/cst2020.04.216.
2. Zumla, A., Chan, J. F. W., Azhar, E. I., Hui, D. S. C. & Yuen, K.-Y. Coronaviruses — drug discovery and therapeutic options. Nat. Rev. Drug Discov. 15, 327–347 (2016).
3. Cui, J., Li, F. & Shi, Z.-L. Origin and evolution of pathogenic coronaviruses. Nat. Rev. Microbiol. 17, 181–192 (2019).
4. He, F., Deng, Y. & Li, W. Coronavirus Disease 2019 (COVID‐19): What we know? J. Med. Virol. (2020) doi:10.1002/jmv.25766.
5. Team, E. E. Updated rapid risk assessment from ECDC on the novel coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic: increased transmission in the EU/EEA and the UK. Eurosurveillance 25, (2020).
6. Loeffelholz, M. J. & Tang, Y.-W. Laboratory diagnosis of emerging human coronavirus infections – the state of the art. Emerg. Microbes Infect. 9, 747–756 (2020).
7. Wang, W. et al. Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens. JAMA (2020) doi:10.1001/jama.2020.3786.
8. Liu, Y. et al. Viral dynamics in mild and severe cases of COVID-19. Lancet Infect. Dis. (2020) doi:10.1016/S1473-3099(20)30232-2.
9. Yang, Y., Yang, M., Shen, C. & Wang, F. Evaluating the accuracy of different respiratory specimens in the laboratory diagnosis and monitoring the viral shedding of 2019-nCoV infections | medRxiv. (2020) doi:doi.org/10.1101/2020.02.11.20021493.
10. Ai, T. et al. Correlation of chest CT and RT-PCR testing in coronavirus disease 2019 (COVID-19) in China: a report of 1014 cases. Radiology 200642 (2020).
11. Liu, R. et al. Positive rate of RT-PCR detection of SARS-CoV-2 infection in 4880 cases from one hospital in Wuhan, China, from Jan to Feb 2020. Clin. Chim. Acta 505, 172–175 (2020).
12. To, K. K.-W. et al. Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study. Lancet Infect. Dis. (2020) doi:10.1016/S1473 3099(20)30196-1.
13. Young, B. E. et al. Epidemiologic Features and Clinical Course of Patients Infected With SARS-CoV-2 in Singapore. JAMA (2020) doi:10.1001/jama.2020.3204.
14. Peng, L. et al. 2019 Novel Coronavirus can be detected in urine, blood, anal swabs and oropharyngeal swabs samples. medRxiv 2020.02.21.20026179 (2020) doi:10.1101/2020.02.21.20026179.
15. Woelfel, R. et al. Clinical presentation and virological assessment of hospitalized cases of coronavirus disease 2019 in a travelassociated transmission cluster. medRxiv 2020.03.05.20030502 (2020) doi:10.1101/2020.03.05.20030502.
16. Joynt, G. M. & Wu, W. K. Understanding COVID-19: what does viral RNA load really mean? Lancet Infect. Dis. (2020) doi:10.1016/S1473-3099(20)30237-1.
17. Zhang, W. et al. Molecular and serological investigation of 2019-nCoV infected patients: implication of multiple shedding routes. Emerg. Microbes Infect. 9, 386–389 (2020).